Фотопический негативный ответ для оценки функции внутренней сетчатки: требования к регистрации и сравнение в глазах с естественной шириной зрачка и в условиях медикаментозного мидриаза

Цель: оценить возможность регистрации фотопического негативного ответа (ФНО) без дилатации зрачка у здоровых лиц для определения дисфункции нейронов внутренней сетчатки.

Методы. Обследовано 12 здоровых лиц (23 глаза) в возрасте от 24 до 40 лет. Аномалии рефракции не превышали 0,5 диоптрии. ФНО оценивали в фотопической ЭРГ, записываемой на синем фоне на красные вспышки четырех интенсивностей (0,375; 0,75; 1,5; 3,0 кд·с/м2) с помощью прибора RETIport/scan21. Сначала ЭРГ регистрировали с естественным диаметром зрачка (3,5 ± 0,2 мм), затем запись повторяли после медикаментозного мидриаза (средний размер зрачка 8,7 ± 0,1 мм).

Результаты. В глазах с физиологической величиной зрачка, по сравнению с медикаментозным мидриазом, значительно снижается амплитуда ФНО в ЭРГ на самый слабый стимул (0,375 кд·с/м2). Влияние размера зрачка на ФНО практически отсутствует в ответах на вспышки средней интенсивности. Этот феномен может быть связан с неравномерным распределением света по сетчатке при малом размере зрачка, влияние которого максимально в ответах на слабые вспышки. В ЭРГ на стимул максимальной яркости (3,0 кд·с/м2) имеются различия в амплитуде b-волны и ФНО, рассчитанной от пика b-волны, которые могут отражать уменьшение числа стимулируемых фоторецепторов при ганцфельд стимуляции сетчатки, когда зрачок не расширен.

Заключение. Влияние размера зрачка на параметры ФНО наиболее значительно в ЭРГ при минимальной силе вспышки и снижается в ответах на вспышки большей яркости. При необходимости записи ЭРГ без медикаментозного мидриаза, особенно в скрининговых исследованиях, рекомендуется ограничить протокол оценкой ФНО от изолинии в фотопической ЭРГ на максимальные вспышки света и использовать относительный параметр — амплитудное отношение ФНО/b. 

1. Viswanathan S., Frishman L.J. Evidence that negative potentials in the photopic electroretinograms of cats and primates depend upon spiking activity of retinal ganglion cell axons (abstract). Soc. Neurosci. 1997;23:1024.

2. Viswanathan S., Frishman L.J., Robson J.G., Harwerth R.S., Smith E.L. 3rd. The photopic negative response of the macaque electroretinogram: reduction by experimental glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 1999;40(6):1124–1136. PMID: 10235545

3. Frishman L., Sustar M., Kremers J., McAnany J.J., Sarossy M., Tzekov R., Viswanathan S. ISCEV extended protocol for the photopic negative response (PhNR) of the full-field electroretinogram. Doc Ophthalmol.2018;36(3):207–211. DOI: 10.1007/s10633-018-9638-x

4. Narahashi T. Chemicals as tools in the study of excitable membranes. Physiol. Rev. 1974;54(4):813–889. DOI: 10.1152/physrev.1974.54.4.813

5. Bloomfield S.A. Effect of spike blockade on the receptive-field size of amacrine and ganglion cells in the rabbit retina. J. Neurophysiol. 1996;75(5):1878–1893. DOI: 10.1152/jn.1996.75.5.1878.

6. Gotoh Y., Machida Sh., Tazawa Y. Selective Loss of the Photopic Negative Response in Patients With Optic Nerve Atrophy. Arch. Ophthalmol. 2004;122(3):341–346. DOI: 10.1001/archopht.122.3.341

7. Rangaswamy N.V., Frishman L.J., Dorotheo E.U., Schiffman J.S., Bahrani H.M., Tang R.A. Photopic ERGs in patients with optic neuropathies: comparison with primate ERGs after pharmacologic blockade of inner retina. Invest Ophthalmol. Vis. Sci. 2004;45(10):3827–3837. DOI: 10.1167/iovs.04-0458

8. Li B., Barnes G.E., Holt W.F. The decline of the photopic negative response (PhNR) in the rat after optic nerve transection. Doc. Ophthalmol. 2005;111(1):23–31. DOI: 10.1007/s10633-005-2629-8

9. Medeiros F.A. Biomarkers and surrogate endpoints in glaucoma clinical trials. Br. J. Ophthalmol. 2015;99(5):599–603. DOI: 10.1136/bjophthalmol-2014-305550

10. Thompson D.A., Feather S., Stanescu H.C., Freudenthal B., Zdebik A., Warth R., Ognjanovic M., Hulton S.A., Wassmer E., Hoff W., Russell-Eggitt I., Dobbie A., Sheridan E., Kleta R., Bockenhauer D. Altered electroretinograms in patients with KCNJ10 mutations and EAST syndrome. J. Physiol. 2011;589(7):1681–1689. DOI: 10.1113/jphysiol.2010.198531

11. Raz-Prag D., Grimes W.N., Fariss R.N., Vijayasarathy C., Campos M.M., Bush R.A., Diamond J.S., Sieving P.A. Probing potassium channel function in vivo by intracellular delivery of antibodies in a rat model of retinal neurodegeneration. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2010;107(28):12710–12715. DOI: 10.1073/pnas.0913472107

12. McCulloch D.L., Marmor M.F., Brigell M.G., Hamilton R., Holder G.E., Tzekov R., Bach M. ISCEV Standard for full-field clinical electroretinography (2015 update). Doc. Ophthalmol. 2015;130(1):1–12.

13. Jacobi P.C., Miliczek K.D., Zrenner E. Experiences with the international standard for clinical electroretinography: normative values for clinical practice, interindividual and intraindividual variations and possible extensions. Doc. Ophthalmol. 1993;85(2):95–114. PMID: 23198055

14. Keating D., Parks S., Evans A. Technical aspects of multifocal ERG recording. Doc. Ophthalmol. 2000;100(2–3):77–98.

15. Kato K., Kondo M., Sugimoto M., Ikesugi K., Matsubara H. Effect of pupil size on flicker ERGs recorded with RETeval system: new mydriasis-free full-field ERG system. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2015;56(6):3684–3690. DOI: 10.1167/iovs.1416349

16. Viswanathan S., Frishman L.J., Robson J.G., Walters J.W. The photopic negative response of the flash electroretinogram in primary open-angle glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2001;42(2):514–522. PMID: 11157891

17. Colotto A., Falsini B., Salgarello T., Iarossi G., Galan M.E., Scullica L. Photopic negative response of the human ERG: losses associated with glaucomatous damage. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2000;41(8):2205–2211.

18. Machida S., Tamada K., Oikawa T., Yokoyama D., Kaneko M., Kurosaka D. Sensitivity and specificity of photopic negative response of focal electoretinogram to detect glaucomatous eyes. Br. J. Ophthalmol. 2010 Feb;94(2):202-8. DOI: 10.1136/bjo.2009.161166

19. Preiser D., Lagreze W.A., Bach M., Poloschek C.M. Photopic negative response versus pattern electroretinogram in early glaucoma. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2013;54(2):1182–1191. DOI: 10.1167/iovs.12-11201

20. Machida S., Kaneko M., Kurosaka D. Regional variations in correlation between photopic negative response of focal electoretinograms and ganglion cell complex in glaucoma. Curr. Eye Res. 2014;40(4):439–449. DOI: 10.3109/02713683.2014.922196

21. Kaneko M., Machida S., Hoshi Y., Kurosaka D. Alterations of photopic negative response of multifocal electroretinogram in patients with glaucoma. Curr. Eye Res. 2015;40(1):77–86. DOI: 10.3109/02713683.2014.915575

22. Miyata K., Nakamura M., Kondo M., Lin J., Ueno S., Miyake Y., Terasaki H. Reduction of oscillatory potentials and photopic negative response in patients with autosomal dominant optic atrophy with OPA1 mutations. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. Investigative ophthalmology & visual science. 2007;48(2):820–824. DOI: 10.1167/iovs.06-0845

23. Machida S., Gotoh Y., Tanaka M., Tazawa Y. Predominant loss of the photopic negative response in central retinal artery occlusion. Am. J. Ophthalmol. 2004;137(5):938–940. DOI: 10.1016/j.ajo.2003.10.023

24. Chen H., Zhang M., Huang S., Wu D. The photopic negative response of flash ERG in nonproliferative diabetic retinopathy. Doc. Ophthalmol. 2008;117(2):129–135. DOI: 10.1007/s10633-008-9114-0

25. Zueva M., Kolchin A., Kiseleva T., Lesenko M., Tsapenko I., Ryabina M. The flicker ERG and retinal blood flow relationship in diabetic patients without retinopathy. Acta Ophthal. 2012;90 (Special Issue Supplement s249):50 (2421).

26. Нероев В.В., Колчин А.А., Киселева Т.Н., Зуева М.В., Цапенко И.В., Рябина М.В., Гринченко М.И. Изменение гемодинамики глаза и функциональной активности сетчатки у пациентов с непролиферативной диабетической ретинопатией. Российский офтальмологический журнал. 2013;6(2):58–64.

27. Niyadurupola N., Luu C.D., Nguyen D.Q., Geddes K., Tan G.X., Wong C.C., Tran T., Coote M.A., Crowston J.G. Intraocular pressure lowering is associated with an increase in the photopic negative response (PhNR) amplitude in glaucoma and ocular hypertensive eyes. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2013;54(3):1913–1919. DOI: 10.1167/iovs.12-10869

28. Machida S., Tamada K., Oikawa T., Gotoh Y., Nishimura T., Kaneko M., Kurosaka D. Comparison of photopic negative response of full-field and focal electroretinograms in detecting glaucomatous eyes. J. Ophthalmol. 2011;2011, Article ID 564131, 11 pages. DOI: 10.1155/2011/564131

29. Machida Sh. Clinical applications of the photopic negative response to optic nerve and retinal diseases. J. Ophthalmol. 2012;2012:397178. DOI: 10.1155/2012/397178

30. Нероев В.В., Зуева М.В., Журавлева А.Н., Цапенко И.В. Структурно-функциональные нарушения при глаукоме: перспективы доклинической диагностики. Часть 1. Насколько релевантен поиск того, что первично? Офтальмология. 2020;17(3):336–343.

31. Luo X., Frishman L.J. Retinal pathway origins of the pattern electroretinogram (PERG). Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011;52(12):8571–8584. DOI: 10.1167/iovs.11-8376

32. Holder G.E. Pattern electroretinography (PERG) and an integrated approach to visual pathway diagnosis. Prog. Retin. Eye Res. 2001;20(4):531–561. DOI: 10.1016/S1350-9462(00)00030-6

33. Porciatti V., Ventura L.M. Physiological significance of steady-state PERG losses in glaucoma: clues from simulation of abnormalities in normal subjects. J. Glaucoma. 2009;18(7):535–542. DOI: 10.1097/ijg.0b013e318193c2e1

34. Зуева М. В. Динамика гибели ганглиозных клеток сетчатки при глаукоме и ее функциональные маркеры. Национальный журнал глаукома. 2016;15(1):70– 85.

35. Banitt M.R., Ventura L.M., Feuer W.J., Savatovsky E., Luna G., Shif O., Bosse B., Porciatti V. Progressive loss of retinal ganglion cell function precedes structural loss by several years in glaucoma suspects. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2013;54(3):2346– 2352. DOI: 10.1167/iovs.12-11026

36. Bach M., Hoffmann M.B. Update on the pattern electroretinogram in glaucoma. Optom. Vis. Sci. 2008;85(6):386−395. DOI: 10.1097/opx.0b013e318177ebf3

37. Bode S.F.N., Jehle T., Bach M. Pattern electroretinogram in glaucoma suspects: new findings from a longitudinal study. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2011;52(7):4300– 4306. DOI: 10.1167/iovs.10-6381

38. Lambiase A., Aloe L., Centofanti M., Parisi V., Bao S.N., Mantelli F., Colafrancesco V., Manni G.L., Bucci M.G., Bonini S., Levi-Montalcini R. Experimental and clinical evidence of neuroprotection by nerve growth factor eye drops: Implications for glaucoma. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2009;106(32):13469–13474. DOI: 10.1073/pnas.0906678106

39. Rangaswamy N.V., Shirato S., Kaneko M., Digby B.I., Robson J.G., Frishman L.J. Effects of spectral characteristics of ganzfeld stimuli on the photopic negative response (PhNR) of the ERG. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2007;48(10):4818–4828. DOI: 10.1167/iovs.07-0218

40. Sustar M., Cvenkel B., Brecelj J. The effect of broadband and monochromatic stimuli on the photopic negative response of the electroretinogram in normal subjects and in open-angle glaucoma patients. Doc Ophthalmol. 2009;118:167–177. DOI: 10.1007/s10633-008-9150-9

41. Kremers J., Jertila M., Link B., Pangeni G., Horn F.K. Spectral characteristics of the PhNR in the full-field flash electroretinogram of normals and glaucoma patients. Doc. Ophthalmol. 2012; 124(2):79–90. DOI: 10.1007/s10633-011-9304-z

42. Wang J., Cheng H., Hu Y.S., Tang R.A., Frishman L.J. The photopic negative response of the flash electroretinogram in multiple sclerosis. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2012;53(3):1315–1323. DOI: 10.1167/iovs.11-8461

43. Tang J., Edwards T., Crowston J.G., Sarossy M. The test–retest reliability of the photopic negative response (PhNR). Trans. Vis. Sci. Tech. 2014;3(6):1. DOI: 10.1167/tvst.3.6.1

44. Wu Z., Hadoux X., Fan Gaskin J.C., Sarossy M.G., Crowston J.G. Measuring the photopic negative response: viability of skin electrodes and variability across disease severities in glaucoma. Trans. Vis. Sci. Tech. 2016;5(2):13. DOI: 10.1167/tvst.5.2.13

45. Poloschek C.M., Bach M. Can we do without mydriasis in multifocal ERG recordings? Doc. Ophthalmol. 2013;126(3):261–262. DOI: 10.1007/s10633-008-9146-5

46. Mohamad-Rafiuddin M.-S., Rosli S.A., Chen A.-H., Wan-Hamat W.-N. The effects of non-dilated and dilated pupil at different eccentricity on multifocal electroretinogram. (ARVO Annual Meeting Abstract , April 2014). Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2014;55(13):348.

47. Nakamura N., Fujinami K., Mizuno Y., Noda T., Tsunoda K. Evaluation of cone function by a handheld non-mydriatic flicker electroretinogram device. Clin. Ophthalmol. 2016;10:1175–1185. DOI: 10.2147/OPTH.S104721

48. Hoffmann M.L., Zrenner E., Langhof H.J. The effect of the pupil as aperture and field stop on the various components of the human electroretinogram (author’s transl). Albrecht Von Graefes Arch. Klin. Exp. Ophthalmol. 1978;206(4):237–245. DOI: 10.1007/BF02387335

49. Papathanasiou E.S., Papacostas S.S. Flash electroretinography: normative values with surface skin electrodes and no pupil dilation using a standard stimulation protocol. Doc. Ophthalmol. 2008;116(1):61–73. DOI: 10.1007/s10633-007-9065-x

50. Chiappa K.H. Evoked potentials in clinical medicine. Lippincott Williams & Wilkins; 1997, 720 p.

51. Davis C.Q., Kraszewska J., Manning C. Constant luminance (cd s/m2) versus constant retinal illuminance stimulation in flicker ERGs. Doc Ophthalmol. 2017;134:75–87. DOI: 10.1007/s10633-017-9572-3