Эволюция методов диагностики инфекционных и неинфекционных увеитов. Обзор литературы

Увеит — воспаление сосудистой оболочки глаза (радужки, цилиарного тела, хориоидеи), которое может распространяться на сетчатку, стекловидное тело и другие структуры глаза. На долю неинфекционных увеитов приходится от 31,5 до 82,9 % случаев. Распространенность инфекционных увеитов составляет от 13,0 до 54,7 %. Верификация этиологического диагноза увеита требует индивидуального подхода в каждом клиническом случае и основывается на тщательном анализе данных анамнеза пациента, наличии системных заболеваний, данных физикального обследования, которые дополняются различными лабораторными и инструментальными методами обследования. Однако, несмотря на широкое развитие современных диагностических возможностей, в 30–50 % случаев этиология увеита остается неизвестной после неинвазивных исследований, а лечение назначается эмпирически. На современном этапе изучения данной проблемы поиск патологического агента, который может играть как этиологическую роль в развитии инфекционного увеита, так и триггерную при неинфекционном процессе, по-прежнему остается актуальной задачей. Представлен обзор литературы по эволюции методов диагностики инфекционных и неинфекционных увеитов в соответствии с изменяющимися представлениями об этиологии и патогенезе заболевания, эпидемиологическими, географическими и социально-экономическими факторами, совершенствующимися хирургическими техниками. Обсуждаются патогенетические аспекты и роль инфекций в развитии неинфекционных увеитов. 

1. Deschenes J., Murray P.I., Rao N.A. International uveitis study group (IUSG): clinical classification of uveitis. Ocular Immunology and Inflammation. 2008;16(1):1–2. DOI: 10.1080/09273940801899822

2. Панова И.Е., Дроздова Е.А. Увеиты: Руководство для врачей. М.: Медицинское информационное агентство, 2014.

3. Bodaghi B., Cassoux N., Wechsler B., Hannouche D., Fardeau C., Papo T., Huong D.L., Piette J. C., LeHoang P. Chronic severe uveitis: etiology and visual outcome in 927 patients from a single center. Medicine (Baltimore). 2001;80(4):263– 270. DOI: 10.1097/00005792-200107000-00005

4. Neiter E., Conart J. B., Baumann C., Rousseau H., Zuily S., Angioi-Duprez K. Epidemiologic and etiologic patterns of uveitis in a University Hospital. J Fr Ophtalmol. 2019;42(8):844–851. DOI: 10.1016/j.jfo.2019.05.001

5. Win M.Z.A., Win T., Myint S., Shwe T., Sandar H. Epidemiology of Uveitis in a Tertiary Eye Center in Myanmar. Ocul. Immunol. Inflamm. 2017;25(1):S69–S74. DOI: 10.3109/09273948.2015.1133839

6. Кузнецова Т.И., Астахов Ю.С. Можно ли сократить долю увеитов неясной этиологии? Офтальмологические ведомости. 2019;12(3):21–30. DOI: 10.17816/OV16369

7. Кричевская Г.И., Катаргина Л.А. Вирусные и другие инфекции в этиопатогенезе увеитов. Вестник офтальмологии. 2020;136(1):124–129. DOI: 10.17116/oftalma2020136011124

8. Quentin C.D., Reiber H. Fuchs heterochromic cyclitis: rubella virus antibodies and genome in aqueous humor. Am J Ophthalmol. 2004;138(1):46–54. DOI: 10.1016/j.ajo.2004.02.055

9. Ruokonen P.C., Metzner S., Ucer A., Torun N., Hofmann J., Pleyer U. Intraocular antibody synthesis against rubella virus and other microorganisms in Fuchs’ heterochromic cyclitis. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2010;248(4):565–571. DOI: 10.1007/s00417-009-1239-7

10. Suzuki J., Goto H., Komase K., Abo H., Fujii K., Otsuki N., Okamoto K. Rubella virus as a possible etiological agent of Fuchs heterochromic iridocyclitis. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 2010;248(10):1487–1491. DOI: 10.1007/s00417-010-1434-6

11. Bloch-Michel E., Dussaix E., Cerqueti P., Patarin D. Possible role of cytomegalovirus infection in the etiology of the Posner-Schlossmann syndrome. Int Ophthalmol. 1987;11(2):95–96. DOI: 10.1007/BF00136737

12. Yamamoto S., Pavan-Langston D., Tada R., Yamamoto R., Kinoshita S., Nishida K., Shimomura Y., Tano Y. Possible role of herpes simplex virus in the origin of PosnerSchlossman syndrome. Am J Ophthalmol. 1995;119(6):796–798. DOI: 10.1016/s0002-9394(14)72788-6

13. Teoh S.B., Thean L., Koay E. Cytomegalovirus in aetiology of PosnerSchlossman syndrome: evidence from quantitative polymerase chain reaction. Eye. 2005;19(12):1338–1340. DOI: 10.1038/sj.eye.6701757

14. de Groot-Mijnes J.D., de Visser L., Zuurveen S., Martinus R.A., Völker R., ten Damvan Loon N.H., de Boer J.H., Postma G., de Groot R.J., van Loon A.M., Rothova A. Identification of new pathogens in the intraocular fluid of patients with uveitis. Am J Ophthalmol. 2010;150(5):628–636. DOI: 10.1016/j.ajo.2010.05.015

15. Visser N., Rothova A., de Groot-Mijnes J.D., de Visser L. Searching for Intraocular Antibody Production Against Parvovirus B19, Mumps Virus and Measles Virus in Patients With Intermediate and Posterior Uveitis. Br J Ophthalmol. 2009;93(6):841– 842. DOI: 10.1136/bjo.2008.150607

16. Катаргина Л.А. Эндогенные увеиты у детей и подростков. М.: Медицина, 2000.

17. Drancourt M., Berger P., Terrada C., Bodaghi B., Conrath J., Raoult D., LeHoang P. High Prevalence of Fastidious Bacteria in 1520 Cases of Uveitis of Unknown Etiology. Medicine (Baltimore). 2008;87(3):167–176. DOI: 10.1097/MD.0b013e31817b0747

18. De Parisot A., Kodjikian L., Errera M.-H., Sedira N., Heron E., Pérard L. Randomized controlled trial evaluating a standardized strategy for uveitis etiologic diagnosis (ULISSE). Am J Ophthalmol. 2017;178:176–185. DOI: 10.1016/j.ajo.2017.03.029

19. von Wecker L. Handbuch der gesammten Augenheilkunde. Leipzig: Engelmann, 1876.

20. Förster R. Zur klinische Kenntniss des Choroiditis syphilitica. Graefes Archiv Ophthalmol. 1874;20:33–82.

21. Leber A. Serodiagnostische Untersuchungen bei Syphilis und Tuberkulose des Auges. Arch Augenheilk 1909;73:1–69.

22. Jones N.P. The Manchester Uveitis Clinic: the first 3000 patients--epidemiology and casemix. Ocul Immunol Inflamm. 2015;23(2):118–126. DOI: 10.3109/09273948.2013.855799

23. Bruckner A. Zur Cytologie Des Auges. Ber Dtsch Ophthalmol. 1916;40:471.

24. Gilbert W., Plaut F. Uber Kammerwasseruntersuchung. Arch Augenheilkd. 1922;90:1–28.

25. Wolf H. Zur Morphologie des Kammerwassers. Arch Augenheilkd. 1922;90:29–42.

26. Von Sallmann L., Locke J.C., Locke B.D. Cytological and bacteriological studies of the aqueous humor in uveitis. AMA Arch Ophthalmol. 1951;46(1):4–13. DOI: 10.1001/archopht.1951.01700020007002

27. Green J. Ocular manifestations in brucellosis (Malta Fever; Undulant Fever). Trans Am Ophthalmol Soc. 1938;36:104–126.

28. Wolfe A., Cowan D., Paige B.H. Human toxoplasmosis: occurrence in infants as an encephalomyelitis verification by transmission to animals. Science. 1939;89(2306):226–227. DOI: 0.1126/science.89.2306.226

29. Wilder H.C. Toxoplasma chorioretinitis in adults. Arch Ophthalmol. 1952;48(2):127– 136. DOI: 10.1001/archopht.1952.00920010132001

30. Sabin A.B., Feldman H. Dyes as microchemical indicators of a new immunity phenomenon affecting protozoan parasite (toxoplasma). Science. 1948;108(2815):660– 663. DOI: 10.1126/science.108.2815.660

31. Goldmann H., Witmer R. Antikorper im Kammerwasser. Ophthalmologica. 1954;127(4–5):323–330. DOI: 10.1159/000301976

32. Remky H. Serological aqueous humor research in toxoplasmosis with uvea involvement. Doc Ophthalmol. 1960;14:353–359.

33. Desmonts G., Baron A. Serological examination of the aqueous humor in the course of toxoplasmic uveitis. Comparative method (aqueous humor, blood serum). Bull Soc Ophtalmol Fr. 1959;8:793–796.

34. Brezin A.P., Egwuagu C.E., Burnier M. Jr, Silveira C., Mahdi R.M., Gazzinelli R.T., Belfort R. Jr, Nussenblatt R.B. Identification of toxoplasma gondii in paraffin-embedded sections by the polymerase chain reaction. Am J Ophthalmol. 1990;110(6):599–604. DOI: 10.1016/s0002-9394(14)77055-2

35. Harper T.W., Miller D., Schiffman J.C., Davis J.L. Polymerase chain reaction analysis of aqueous and vitreous specimens in the diagnosis of posterior segment infectious uveitis. Am J Ophthalmol. 2009;147(1):140–147. DOI: 10.1016/j.ajo.2008.07.043

36. Bispo P.J.M., Davoudi S., Sahm M.L., Ren A., Miller J., Romano J., Sobrin L., Gilmore M.S. Rapid Detection and Identification of Uveitis Pathogens by Qualitative Multiplex Real-Time PCR. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2018;59(1):582–589. DOI: 10.1167/iovs.17-22597

37. Kharel Sitaula R., Janani M.K., Madhavan H.N., Biswas J. Outcome of polymerase chain reaction (PCR) analysis in 100 suspected cases of infectious uveitis. J Ophthalmic Inflamm Infect. 2018;8(1):2. DOI: 10.1186/s12348-017-0144-1

38. de Boer J.H., Verhagen C., Bruinenberg M., Rothova A., de Jong P.T., Baarsma G.S., Van der Lelij A., Ooyman F.M., Bollemeijer J.G., Derhaag P.J., Kijlstra A. Serologic and polymerase chain reaction analysis of intraocular fluids in the diagnosis of infectious uveitis. Am J Ophthalmol. 1996;121(6):650–658. DOI: 10.1016/s00029394(14)70631-2

39. de Groot-Mijnes J.D., Rothova A., van Loon A.M., Schuller M., Ten Dam-Van Loon N.H., De Boer J.H., Schuurman R., Weersink A.J.L. Polymerase chain reaction and Goldmann-Witmer coefficient analysis are complimentary for the diagnosis of infectious uveitis. Am J Ophthalmol 2006;141(2):313–318. DOI: 10.1016/j.ajo.2005.09.017

40. Talabani H., Asseraf M., Yera H., Delair E., Ancelle T., Thulliez P., Brézin A.P., Dupouy-Camet J. Contributions of immunoblotting, real-time PCR, and the Goldmann-Witmer coefficient to diagnosis of atypical toxoplasmic retinochoroiditis. J. Clin. Microbiol. 2009;47(7):2131–2135. DOI: 10.1128/JCM.00128-09

41. Villard O., Filisetti D., Roch-Deries F., Garweg J., Flament J., Candolfi E. Comparison of enzyme-linked immunosorbent assay, immunoblotting, and PCR for diagnosis of toxoplasmic chorioretinitis. J. Clin. Microbiol. 2003;41(8):3537–3541. DOI: 10.1128/jcm.41.8.3537-3541.2003

42. Chan C.C., Wallace D.J. Intraocular lymphoma: update on diagnosis and management. Cancer Control. 2004;11(5):285–295. DOI: 10.1177/107327480401100502

43. Jensen O.A., Andersen S.R. Late complications of biopsy in intraocular tumours. Acta Ophthalmol (Copenh). 1959;37:568–575. DOI: 10.1111/j.1755-3768.1959. tb03470.x

44. Peyman G.A., Juarez C.P., Raichand M. Full-thickness eye-wall biopsy: longterm results in 9 patients. Br J Ophthalmol. 1981;65(10):723–726. DOI: 10.1136/bjo.65.10.723

45. Scherfig E., Prause J. U., Jensen O. A. Transvitreal Retinochoroidal Biopsy. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 1989;227(4):369–373. DOI: 10.1007/BF02169415

46. Johnston R.L., Tufail A., Lightman S., Luthert P.J., Pavesio C.E., Cooling R.J., Charteris D. Retinal and choroidal biopsies are helpful in unclear uveitis of suspected infectious or malignant origin. Ophthalmology. 2004;111(3):522–528. DOI: 10.1016/j.ophtha.2002.10.002

47. Martin H.E., Ellis E.B. Biopsy by needle puncture and aspiration. Ann Surg. 1930;92(2):169–181.

48. Lim L.L., Suhler E.B., Rosenbaum J.T., Wilson D.J. The role of choroidal and retinal biopsies in the diagnosis and management of atypical presentations of uveitis. Trans Am Ophthalmol Soc. 2005;103:84–89.

49. Selvakumar P., Sofia O., Gopal L., Biswas J. Recurrent fungal iris granuloma in a 10-year-old child. Ocular immunology and inflammation. 2012;20(3):221–223. DOI: 10.3109/09273948.2012.670741

50. Willermain F., Rosenbaum J.T., Bodaghi B, Rosenzweig H.L., Childers S., Behrend T., Wildner G., Dick A.D. Interplay between innate and adaptive immunity in the development of non-infectious uveitis. Prog Retin Eye Res. 2012;31(2):182–194. DOI: 10.1016/j.preteyeres.2011.11.004

51. Doria A., Zen M., Bettio S., Bassi N., Nalotto L., Ghirardello A., Iaccarino L., Punzi L. Autoinflammation and autoimmunity: bridging the divide. Autoimmun Rev. 2012;12(1):22–30. DOI: 10.1016/j.autrev.2012.07.018

52. Forrester J.V., Kuffova L., Dick A.D. Autoimmunity, Autoinflammation and Infection in Uveitis. Am J Ophthalmol. 2018;189:77–85. DOI: 10.1016/j.ajo.2018.02.019

53. Caspi R.R. A look at autoimmunity and inflammation in the eye. J Clin Invest. 2010;120(9):3073–3083. DOI: 10.1172/JCI42440

54. Wakefield D., Chang J.H., Amjadi S., Maconochie Z., Abu El-Asrar A., McCluskey P. What is new HLA-B27 acute anterior uveitis? Ocul Immunol Inflamm. 2011;19(2):139–144. DOI: 10.3109/09273948.2010.542269

55. Gupta D., Agarwal R., Aggarwal A. N., Jindal S. K. Molecular evidence for the role of mycobacteria in sarcoidosis: a meta-analysis. Eur Respir J. 2007;30(3):508–516. DOI: 10.1183/09031936.00002607

56. Minoda H., Sakai J., Sugiura M., Imai S., Osato T., Usui M. High inducibility of Epstein-Barr virus replication in B lymphocytes in Vogt-Koyanagi-Harada disease. Nippon Ganka Gakkai Zasshi. 1999;103:289–296.

57. de Groot-Mijnes J.D., de Visser L., Zuurveen S., Martinus R.A., Völker R., ten Dam-van Loon N.H., de Boer J.H., Postma G., de Groot R.J., van Loon A.M., Rothova A. Identification of new pathogens in the intraocular fluid of patients with uveitis. Am J Ophthalmol. 2010;150(5):628–636. DOI: 10.1016/j.ajo.2010.05.015

58. Visser N., Rothova A., de Groot-Mijnes J.D.F., de Visser L. Searching for Intraocular Antibody Production Against Parvovirus B19, Mumps Virus and Measles Virus in Patients With Intermediate and Posterior Uveitis. Br J Ophthalmol. 2009;93(6):841– 842. DOI: 10.1136/bjo.2008.150607

59. Epps S.J., Boldison J., Stimpson M.L., Khera T.K., Lait P.J.P., Copland D.A., Dick A.D., Nicholsona L.B. Re-programming immunosurveillance in persistent non-infectious ocular inflammation. Prog Retin Eye Res. 2018;65:93–106. DOI: 10.1016/j.preteyeres.2018.03.001