Влияние ультрафиолетового кросслинкинга на процессы регенерации и фиброза тканей роговицы. Экспериментальное исследование

Наиболее современная и эффективная методика лечения дегенеративных заболеваний роговицы — ультрафиолетовый (УФ) кросслинкинг роговичного коллагена. Техника предполагает поэтапную обработку роговицы: удаление эпителия, пропитывание стромы рибофлавином и УФ-облучение длиной волны 370 нм. Результатом такого воздействия является повышение жесткости роговицы. В связи с этим представляет интерес оценка влияния данной методики на процессы регенерации и фиброза в тканях роговицы.

Цель: изучить влияние УФ-кросслинкинга роговицы крыс на экспрессию TGFβ1 и FGF-1 в сопоставлении со структурными признаками роговицы.

Материал и методы. Эксперименты проведены в 2-х группах: 1 — контрольная (интактные животные), 2 — опытная: модель УФ-кросслинкинга роговицы с деэпителизацией роговой оболочки диаметром 3 мм, инстилляциями раствора Декстралинк (0,1 % рибофлавина мононуклеотид и 20 % декстран) и УФ-А облучением роговой оболочки с использованием прибора «УФалинк» (режим воздействия: 3 мВт/см², 10 мин., длина волны 370 нм). На 14 и 30-е сутки провели энуклеацию и морфологические, иммуногистохимические (TGFβ1 и FGF-1) и электронно-микроскопические исследования. Для статистического анализа проводили подсчет TGFβ1⁺ и FGF-1⁺ кератоцитов и использовали U-критерий Манна — Уитни.

Результаты. В опытной группе через 14 суток определялись невыраженные патологические изменения, связанные с деструкцией кератоцитов в основном веществе. Через 30 суток в стромальной пластинке роговицы патологических изменений не выявлено. Ультраструктурная организация роговицы, включая роговичные пластинки и клеточный состав, соответствовала норме. Экспрессия TGFβ1 и FGF-1 позитивных кератоцитов через 14 суток после воздействия УФО и раствора Декстралинк была снижена, а спустя 30 суток приходила в норму и соответствовала значениям интактной роговицы.

Выводы. УФ-кросслинкинг роговичного коллагена с раствором Декстралинк не приводит к гиперэкспрессии TGFβ1 и FGF-1 в кератоцитах. При этом на 14-е сутки наблюдали сохранность коллагеновой структуры роговой оболочки, внешнего и внутреннего эпителиальных слоев, признаки деструкции и разрушения некоторого количества кератоцитов. В последующем (30-е сутки) выявляли кератоциты с признаками повышенной функциональной активности.

1. Wollensak G, Spoerl E, Seiler T. Riboflavin/ultraviolet-a-induced collagen crosslinking for the treatment of keratoconus. Am J Ophthalmol. 2003;135(5):620–627. doi: 10.1016/s0002-9394(02)02220-1

2. Бикбов ММ, Халимов АР, Усубов ЭЛ. Ультрафиолетовый кросслинкинг роговицы. Вестник РАМН. 2016;71(3):224–232. doi: 10.15690/vramn562.

3. Wollensak G, Spoerl E, Wilsch M, Seiler T. Keratocyte apoptosis after corneal collagen cross-linking using riboflavin/UVA treatment. Cornea. 2004;23(1):43–49. doi: 10.1097/00003226-200401000-00008.

4. Sharma A, Nottage JM, Mirchia K, Sharma R, Mohan K, Nirankari VS. Persistent corneal edema after collagen cross-linking for keratoconus. Am J Ophthalmol. 2012 Dec;154(6):922-926.e1. doi: 10.1016/j.ajo.2012.06.005.

5. Omary R, Shehadeh-Mashor R. Late onset of persistent, deep stromal haze after corneal cross-linking in a patient with keratoconus. Can J Ophthalmol. 2017;52(2):e81– e83. doi: 10.1016/j.jcjo.2016.10.014.

6. Бикбов ММ, Шевчук НЕ, Мальханов ВБ. Цитокины в клинической офтальмологии. Уфа. 2008;152.

7. Симирский ВН. Регенерация и фиброз тканей роговицы. Онтогенез. 2014; 45(5):314–325. doi: 10.7868/S0475145014050097.

8. Директива Европейского парламента и Совета Европейского Союза 2010/63/ ЕС от 22.09.2010 о защите животных, использующихся для научных целей. Гарант: информационно-правовое обеспечение. http://base.garant.ru/70350564/ce210ed70e5daea1ed719396b4dabe87.

9. Stoecker A, Pinkert-Leetsch D, Koch T, Ackermann R, Nolte S, van Oterendorp C, Russmann C, Missbach-Guentner J. Collagen crosslinking-induced corneal morphological changes: a three-dimensional light sheet Microscopy-based evaluation. Sci Rep. 2024 Nov 16;14(1):28330. doi: 10.1038/s41598-024-78516-x.

10. Vought R, Greenstein SA, Gelles J, Hersh PS. The Pathophysiology of Keratoconus. The Pathophysiology of Keratoconus. Cornea. 2025;44(2):137–143. doi: 10.1097/ICO.0000000000003585.

11. Krüger A, Hovakimyan M, Ramírez Ojeda DF, Stachs O, Wree A, Guthoff RF, Heisterkamp A. Combined nonlinear and femtosecond confocal laser-scanning microscopy of rabbit corneas after photochemical cross-linking. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2011;52:4247–4255. doi: 10.1167/iovs.10-7112.

12. Chen J, Guerriero E, Sado Y, SundarRaj N. Rho-mediated regulation of TGF-β1and FGF-2-induced activation of corneal stromal keratocytes. Invest Ophthalmol Vis Sci. 2009;50:3662–3670. doi: 10.1167/iovs.08-3276.

13. West-Mays JA, Dwivedi DJ. The keratocyte: corneal stromal cell with variable repair phenotypes. Int J Biochem Cell Biol. 2006;38:1625–1631. doi: 10.1016/j.biocel.2006.03.010.

14. Tang Y, Xu L, Yang Y, Qin F, Meng F, Dai L, Meng Z, Ren S. TGF-β1-mediated upregulation of LMCD1 drives corneal myofibroblast differentiation and corneal fibrosis. Exp Eye Res. 2024;249:110130. doi: 10.1016/j.exer.2024.110130.