Микробный пейзаж при герпетических кератитах у пациентов, перенесших коронавирусную инфекцию

Манифестация герпетического кератита формируется под влиянием разнообразных патологических факторов. Коронавирусная инфекция является одновременно и фонообразующим, и пусковым фактором офтальмогерпеса как в остром периоде этой болезни, так и при постковидном синдроме. При комплексной атаке на иммунную систему самого коронавируса, герпетических вирусов, ятрогенной иммуносупрессии патологическую роль вторичной бактериальной инфекции трудно переоценить. 

Цель исследования: ретроспективный анализ результатов микробных ассоциаций в мазке с конъюнктивы и носоглотки у пациентов с осложненным течением офтальмогерпеса после коронавирусной пневмонии. 

Материал и методы. Ретроспективный анализ включал данные 11 пациентов с разными формами герпетического кератита с изъязвлением (рецидивирующее/вялотекущее течение), развившегося в отдаленном периоде после перенесенной коронавирусной пневмонии тяжелого течения. Всем пациентам проводилось стандартное офтальмологическое обследование в динамике, опрос в отношении наличия триггерных факторов, коморбидных состояний. Материал для микробиологических исследований из конъюнктивы и носоглотки высевали на плотные питательные среды; рост колоний оценивали количественно в колониеобразующих единицах (КОЕ/мл) на 1,0 мл биологического материала в общепринятых степенях, выявленные патогены исследовали дисковым методом на чувствительность к основным группам антибактериальных препаратов. 

Результаты. В посеве из конъюнктивальной полости только в одном случае получен рост двух патогенных культур — Staphylococcus aureus и Moraxella catarrhalis в количестве 104–106 КОЕ/мл. Результаты посева на питательные среды из носоглотки оказались информативными в отношении доминирующих патогенов, среди результатов посева из носоглотки (25 культур) лидировали Staphylococcus aureus (10 случаев, 40 %) и Streptococcus pneumoniae (7 случаев, 28 %). Реже определялся рост культур таких патогенов, как Klebsiella pneumoniae (4 случая, 16 %), Escherihia coli (2 случая, 8 %), Moraxella catarrhalis и Hemophilus influenzae (по 1 случаю, по 4 %). При определении чувствительности к группам антибиотиков микрофлора проявила высокую чувствительность к фторхинолонам (15 проб, 60 % случаев), к макролидам и аминогликозидам определялась в основном чувствительность средней степени (15 и 14 проб соответственно). К пенициллинам определялась средняя чувствительность (19 проб), а самый высокий удельный вес резистентности был выявлен к цефалоспоринам. 

Заключение. Высокая чувствительность выделенной микрофлоры к фторхинолонам свидетельствует в пользу их применения при лечении осложненных форм герпетических кератитов с активизацией полибактериальной флоры. Одним из возможных препаратов выбора является безифлоксацин, не применяющийся системно и имеющий минимальные риски потенциальной резистентности к нему микробных ассоциаций. Крайне важным фактором достижения выздоровления при развитии затяжных форм офтальмогерпеса при хронических воспалительных заболеваниях носоглотки является комплексный подход к лечению, включающий тщательное лабораторное дообследование и консультации смежных специалистов (отоларинголога и иммунолога).

1. Ющук НД, Крюков АИ, Туровский АБ, Попова ИА, Савостикова МВ. Значение персистирующей вирусной инфекции семейств Herpes viridae и Papilloma viridae при хронических воспалительных заболеваниях глотки. Вестник оториноларингологии. 2017;82(4):25–28. doi: 10.17116/otorino201782425-28.

2. Киселев ВВ, Лукашевич МГ. Концепция единого дыхательного пути: возможности клинического применения. Российская ринология. 2020;28(3):151–156. doi: 10.17116/rosrino202028031151.

3. Халиуллина СВ, Анохин ВА, Халиуллина КР, Покровская ЕМ. Распространенность герпесвирусных инфекций у детей с гипертрофией глоточной миндалины. Российский вестник перинатологии и педиатрии. 2018;63(5):162–166. doi: 10.21508/1027-4065-201863-5-162-166.

4. Кунельская ВЯ, Романенко СГ, Павлихин ОГ, Елисеев ОВ, Курбанова ДИ, Лесогорова ЕВ, Красильникова ЕН. Исследование роли герпесвирусных инфекций и атипичных бактерий при хроническом гиперпластическом ларингите. Вестник оториноларингологии. 2023;88(3):126–127. doi: 10.17116/otorino2022880314.

5. Нестерова ИВ, Халтурина ЕО. Монои микст-герпесвирусные инфекции: ассоциированность с клиническими синдромами иммунодефицита. Вестник Российского университета дружбы народов. Серия: Медицина. 2018;22(2):226–234. doi: 10.22363/2313-0245-2018-22-2-226-234.

6. Chen T, Hudnall SD. Anatomical mapping of human herpesvirus reservoirs of infection. Mod Pathol. 2006 May;19(5):726–737. doi: 10.1038/modpathol.3800584.

7. Ptaszyńska-Sarosiek I, Dunaj J, Zajkowska A, Niemcunowicz-Janica A, Król M, Pancewicz S, Zajkowska J. Post-mortem detection of six human herpesviruses (HSV-1, HSV-2, VZV, EBV, CMV, HHV-6) in trigeminal and facial nerve ganglia by PCR. PeerJ. 2019 Jan 9;6:e6095. doi: 10.7717/peerj.6095.

8. Kumata R, Ito J, Takahashi K, Suzuki T, Sato K. A tissue level atlas of the healthy human virome. BMC Biol. 2020 Jun 4;18(1):55. doi: 10.1186/s12915-020-00785-5.

9. Koçoğlu ME, Mengeloğlu FZ, Apuhan T, Özsoy Ş, Yilmaz B. The role of human papilloma virus and herpes viruses in the etiology of nasal polyposis. Turk J Med Sci. 2016 Feb 17;46(2):310–314. doi: 10.3906/sag-1406-103.

10. Eliassen E, Krueger G, Luppi M, Ablashi D. Lymphoproliferative Syndromes Associated with Human Herpesvirus-6A and Human Herpesvirus-6B. Mediterr J Hematol Infect Dis. 2018 May 1;10(1):e2018035. doi: 10.4084/MJHID.2018.035.

11. Алексеенко С, Артюшкин СА, Скальный АВ, Барашкова СВ, Афанасьев ВВ, Яковлев АС, Тиньков АА. Патология лимфоэпителиального глоточного кольца в постковидный период: новые вызовы. Российская оториноларингология. 2024;23(4):84–94. doi: 10.18692/1810-4800-2024-4-84-94.

12. Савенкова МС, Сотников ИА, Афанасьева АА, Афанасьева ЯВ, Душкин РВ. Значение герпесвирусов в постковидном периоде у детей. РМЖ. Мать и дитя. 2023;6(1):39–44. doi: 10.32364/2618-8430-2023-6-1-39-44.

13. Мосунов АА, Парфентьева ТМ. Хроническая инфекция, вызванная вирусом Эпштейна — Барр, как фактор прогрессирования постковидного синдрома: роль дисфункции системы комплемента крови и нейтрофильного звена иммунитета. Российский иммунологический журнал. 2025;28(3):711–718. doi: 10.46235/1028-7221-17204-CEB.

14. Атажахова МГ, Чудилова ГА, Ломтатидзе ЛВ, Поезжаев ЕА. Вариативность изменений прои противовоспалительных цитокинов на фоне дефицита IFNα и IFNγ у пациентов с постковидным синдромом, ассоциированным с активацией хронических герпесвирусных инфекций. Инфекция и иммунитет. 2024;14(3):488–494. doi: 10.15789/2220-7619-VOC-16749.

15. Zuo DM, Xue LP, Fan H, Yang SL, Li LC, Luo JH, Zang S, Xiao J. COVID-19 infection with keratitis as the first clinical manifestation. Int J Ophthalmol. 2022 Sep 18;15(9):1544–1548. doi: 10.18240/ijo.2022.09.19.

16. Lee TE, Ahn SH, Jeong CY, Kim JS, You IC. Herpesviral Keratitis Following COVID-19 Vaccination: Analysis of NHIS Database in Korea. Cornea. 2025 Feb 1;44(2):168–179. doi: 10.1097/ICO.0000000000003556.

17. Lima-Fontes M, Martinho-Dias D, Leuzinger-Dias M, Cunha AM, Neves Cardoso P, Torrão L, Moreira R, Falcão-Reis F, Pinheiro-Costa J. Microbiological Profile of Infectious Keratitis During Covid-19 Pandemic. Clin Ophthalmol. 2023 Feb 10;17:535–543. doi: 10.2147/OPTH.S395877.

18. Wu HY, Chang PH, Chen KY, Lin IF, Hsih WH, Tsai WL, Chen JA, Lee SS; GREAT working group. Coronavirus disease 2019 (COVID-19) associated bacterial coinfection: Incidence, diagnosis and treatment. J Microbiol Immunol Infect. 2022 Dec;55(6 Pt 1):985–992. doi: 10.1016/j.jmii.2022.09.006.

19. Keshav BR, Basu S. Normal conjunctival fl ra and their antibiotic sensitivity in Omanis undergoing cataract surgery. Oman J Ophthalmol. 2012 Jan;5(1):16–18. doi: 10.4103/0974-620X.94722.

20. Bruttini C, Pallone C, Verticchio Vercellin A, Acerbi G, Baschetti S, Bruttini P, Riva I, Quaranta L. Pre-operative conjunctival fl ra in patients with local and/or systemic risk factors for post cataract surgery infection in Northern Italy. Eur J Ophthalmol. 2021 May;31(3):1002–1006. doi: 10.1177/1120672120934991.

21. Hayashi Y, Miyamoto T, Fujita S, Tomoyose K, Ishikawa N, Kokado M, Sumioka T, Okada Y, Saika S. Bacteriology of the conjunctiva in pre-cataract surgery patients with occluded nasolacrimal ducts and the operation outcomes in Japanese patients. BMC Ophthalmol. 2017 Feb 20;17(1):15. doi: 10.1186/s12886-017-0410-x.

22. Pendleton JN, Gorman SP, Gilmore BF. Clinical relevance of the ESKAPE pathogens. Expert Rev Anti Infect Ther. 2013 Mar;11(3):297–308. doi: 10.1586/eri.13.12.

23. Karampela I, Dalamaga M. Could Respiratory Fluoroquinolones, Levofloxacin and Moxifloxacin, Prove to be Beneficial as an Adjunct Treatment in COVID-19? Arch Med Res. 2020 Oct;51(7):741–742. doi: 10.1016/j.arcmed.2020.06.004.

24. DeCory HH, Sanfilippo CM, Proskin HM, Blondeau JM. Characterization of baseline polybacterial versus monobacterial infections in three randomized controlled bacterial conjunctivitis trials and microbial outcomes with besifl xacin ophthalmic suspension 0.6. PLoS One. 2020 Aug 25;15(8):e0237603. doi: 10.1371/journal.pone.0237603.

25. Malhotra R, Ackerman S, Gearinger LS, Morris TW, Allaire C. Th safety of besifl xacin ophthalmic suspension 0.6 % used three times daily for 7 days in the treatment of bacterial conjunctivitis. Drugs R D. 2013 Dec;13(4):243–252. doi: 10.1007/s40268-013-0029-1.